DICCIONARIO ILUSTRADO DE TÉRMINOS MÉDICOS

Tinción

A, B, C, D, E, F, G, H, I, J, K, L, M, N, O, P, Q, R, S, T, U, V, W, X, Y, Z

Tinción de Abbott: la preparación se cubre con azul de metileno, se calienta a ebullición y se lava con agua y alcohol con 0.2 a 3% de ácido clorhídrico. Se lava nuevamente con agua y se tiñen durante 8 a 10 segundos con una solución de anilina-fucsina. Las esporas se tiñen de azul y las bacterias de rojo

Tinción de Adamczyk: método fotofluorométrico con naranja de acridina para la observación microscópica de bacilos de la tuberculosis

Tinción de Allen: una reacción que identifica los cromógenos con estructura de dehidroepiandrosterona. Se utiliza para diagnosticar tumores adrenocorticales

Tinción de Alzheimer: mezcla de eosina y azul de metileno. Tiñe de rojo los cuerpos de Negri

Tinción de Bielschowsky: coloración de neurofibrillas y cilindroejes con plata amoniacal. Los axones se tiñen de negro y los cuerpos neuronales toman un color dorado oscuro ()

Tinción de citocromooxidasa: una tinción inmunoquímica para fibras musculares ()

Tinción de Herzberg: azul vicoria R de Herzberg. Una tinción especial para virus grandes y rickettsias.

Tinción de Gabbet: una tinción para los bacilos de la tuberculosis a base de carbol y fucsina calientes. Se lava con agua y se cubre con azul de Gabbet (azul de metileno). Los bacilos se tiñen de rojo, mientras que las demás bacterias se tiñen de azul

Tinción de Giemsa: azul II-eosina, 3 g; azul II, 0.8 g; glicerina, 250 ml; alcohol metílico: 250 ml. La preparación se seca al aise y se fija con alcohol absoluto. Se añade una gota del colorante a 1 ml de agua y se cubre la preparación durante 10 minutos. Se lava, se seca al aire y se monta sobre bálsamo

Tinción de Gram: Se seca y fija la preparación del modo ordinario. Se tiñe durante 5 min con violeta de genciana; se elimina el exceso de colorante y se aplica la solución yodada de Gram durante 2 o 3 min. Se lava con alcohol de 95º y luego con agua. Las bacterias que no toman el colorante se llaman gram-negativas. Estas se tiñen a continuación con fucsina o safranina.

Tinción de Gomori: tinción utilizada para la demostración de enzimas, especialmente fosfatasas y lipasas. También evidencoa fibras de tejido conjuntivo y gránulos de secreción ()

Tinción de Gomori-Grocott: una tinción a base de metenamina de plata. Se utiliza para la tinción de hongos y de los quistes del Pneumocystis carinii* ()

Tinción de Hematoxilina-eosina: los cortes teñidos con hematoxilina se colocan durante 2 a 5 minutos en una solución de eosina al 1-2%. Se lavan con agua y se dejan durante 15 segundos en alcohol absoluto ()

Tinción de Lee: azul de metileno y fucsina básica. Se utiliza a menudo como una tinción general, siendo mejor que la H&E para los tejidos musculares. Los núcleos tiñen de azul, las mitocondrias, los cilios y algunos gránulos tiñen de rojo o rosa. Los cartílagos y la mayor parte de las inclusiones celulares tiñen de azul a púrpura () .

Tinción de Löffler (para bacilos del muermo, en cortes). Se tiñen los cortes de parafina durante 20 min en la solución de azul de metileno de Löffler o en partes iguales de una solución de Koch al 1:10.000 y violeta de genciana; se colocan durante 5 min en 10 ml de agua destilada que contenga 2 gotas de ácido sulfúrico concentrado y 1 gota de ácido oxálico al5 %. 11 (para flagelos). Colocación de la preparación durante 1 min en una solución recientemente filtrada de 10 9 de ácido tánico en 50 ml de agua, 2,5 ml de solución fría saturada de sulfato ferroso y 0,5 ml de solución acuosa o alcohólica de fucsina o violeta de genciana. Se calienta 1 min en el portaobjeto sin hervir; se lava la preparación y se tiñe con una solución recientemente preparada y filtrada de violeta de genciana o fucsina-anilina

Tinción de Mallory: una técnica para el estudio del tejido conjuntico. Los cortes se tiñen con fucsina ácida,solución de azul-naranja G de anilina y ácido fosfotungstico. Las fibras de colágeno aparecen en azul, la fibroglia, neuroglia y fibras musculares aparecen en rojo y las fibrillas de elastina en naranja. También llamada tinción tricrómica de Mallory ()

Tinción de Masson: tinción tricrómica para el tejido conjuntivo ()

Tinción de May-Grunwald: una tinción para los frotis de sangre periférica y médula ósea. Frecuentemente se combina con la tinción de Giemsa.

Tinción de Nissl: este método desarrollado por Nissl para celulas ganglionares consiste en lo siguiente: el fragmento de tejido de 1-1,2 mm se endurece en alcohol de 96º. Seguidamente se sumerge en celoidina espesa y se monta en bloque. Se endurece con alcohol. Se preparan cortes de 0.01 mm de espesor que se recogen en alcohol y llevan a un portaobjetos. Se elimina el exceso de alcohol, se añade esencia de cayeput y se lava con bencina. Se añaden unas gotas de bencina-colofonia y se calienta a la llama hasta desaparición de la bencina

Tinción de reticulina: un método de impregnación con plata que tiñe de negro las fibras de reticulina. Es una tinción muy útil para evidenciar lesiones de la pituitaria y malformaciones vasculares. ()

Tinción de Romanowsky: la preparación de calienta a 110ºC durante 30 min o más y tiñen con una mezcla recién preparada de azul de metileno saturada (una parte) y de eosina al 1% (dos partes) en un vidrio de reloj. Los parásitos se tiñen de azul y los núcleos de violeta. Las células sanguíneas se tiñen de rojo. Se utiliza para identificar plasmodios

Tinción de Pappenheim: para la diferenciación entre las granulaciones basófilas de los hematiés y los fragmentos nucleares:

Colorante I: ácido fénico: 0.35 ml; verde de metilo: 1 g; agua destilada: 100 ml

Colorante II: ácido fénico: 0.25 ml; pironina: 1 ml; agua destilada; 100 ml.

Se mezclan 15 ml de I con 35 ml. de II y se filtra. La preparación se sangre se fija por calor y se tiñe con el filtrado. Los granos basófilos tiñen de rojo y los fragmentos nucleares de azul oscuro

Tinción de Pfeiffer: la preparación se sumerge durante 30 min en solución de Ziehl; se traslada a alcohol absoluto acidificado con acético. Tan pronto como el corte se tiñe de rojo, se aclara con xilol y se monta en bálsamo

Tinción de SDH: tinción inmunoquímica para la succinico deshidrogenasa. Es indicativa de la proliferación mitocondrial ()

Tinción de Unna-Pappenheim: un medio de contraste a base de verde de metileno-pironina, utilizada para identificar células plasmáticas cuyo citoplasma es teñido de rojo por su alto contenido en RNA. La preparación se fija durante 3 minutos en May-Grünwald, se diluye con agua destilada y se tiñe durante 3 minutos y se tiñe nuevamente con Giemsa durante 15-20 minutos.

Tinción de Unna-Taenzer: una solución de orceína para teñir los tejidos elásticos.

Tinción de van Gieson: un método de tinción del tejido conjuntivo. No se utiliza tan a menudo como la tinción de Mallory porque se difumina con el tiempo. El colágeno tiñe de rojo y el músculo y el citoplasma de amarillo. En combinación con la tinción de Verhoeff es una las tinciones más interesante para el estudio de los vasos sanguíneos

Tinción de Verhoeff: un método que utiliza como colorantes cloruro férrico, hematoxilina y yodo. Las fibras elásticas tiñen en negro, el colágeni en rojo, el músculo y el epìtelio queratinizado en amarillo. Los núcleos en azul o negro ()

Tinción de Weigert: una técnica de tinción de filbras elásticas a base de una mezcla de cloruro férrico y hematoxilina. Las fibras elásticas tiñen de azul o negro. En combinación con la floxina o la tinción de van Gieson, se utiliza para el estudio de los vasos ()
Tinción de Wright: 0.5 g de bicarbonato sódico y 1 g de azul de metileno en 100 ml de agua destilada. La mezcla se calienta a 100º C durante 1 hora. Se enfría y se añade una solución de eosina al 1%. El precipitado se recoge en un filtro, se seca y disuelve en alcohol metílico en la proporción de 0.5 g/litro de alcohol. Las extensiones de sangre se secan al aire y se cubren con el colorante durante 1 min. Se añade gota a gota agua formándose una espuma. Se lava con agua, se seca con un papel de filtro y se monta en bálsamo ()

	Tinción de Abbott: la preparación se cubre con azul de metileno, se calienta a ebullición y se lava con agua y alcohol con 0.2 a 3% de ácido clorhídrico. Se lava nuevamente con agua y se tiñen durante 8 a 10 segundos con una solución de anilina-fucsina. Las esporas se tiñen de azul y las bacterias de rojo
	Tinción de Adamczyk: método fotofluorométrico con naranja de acridina para la observación microscópica de bacilos de la tuberculosis
	Tinción de Allen: una reacción que identifica los cromógenos con estructura de dehidroepiandrosterona. Se utiliza para diagnosticar tumores adrenocorticales
	Tinción de Alzheimer: mezcla de eosina y azul de metileno. Tiñe de rojo los cuerpos de Negri
	Tinción de Bielschowsky: coloración de neurofibrillas y cilindroejes con plata amoniacal. Los axones se tiñen de negro y los cuerpos neuronales toman un color dorado oscuro () Tinción de citocromooxidasa:* una tinción inmunoquímica para fibras musculares (*)
	Tinción de Herzberg: azul vicoria R de Herzberg. Una tinción especial para virus grandes y rickettsias.
	Tinción de Gabbet: una tinción para los bacilos de la tuberculosis a base de carbol y fucsina calientes. Se lava con agua y se cubre con azul de Gabbet (azul de metileno). Los bacilos se tiñen de rojo, mientras que las demás bacterias se tiñen de azul Tinción de Giemsa: azul II-eosina, 3 g; azul II, 0.8 g; glicerina, 250 ml; alcohol metílico: 250 ml. La preparación se seca al aise y se fija con alcohol absoluto. Se añade una gota del colorante a 1 ml de agua y se cubre la preparación durante 10 minutos. Se lava, se seca al aire y se monta sobre bálsamo
	Tinción de Gram: Se seca y fija la preparación del modo ordinario. Se tiñe durante 5 min con violeta de genciana; se elimina el exceso de colorante y se aplica la solución yodada de Gram durante 2 o 3 min. Se lava con alcohol de 95º y luego con agua. Las bacterias que no toman el colorante se llaman gram-negativas. Estas se tiñen a continuación con fucsina o safranina. Tinción de Gomori: tinción utilizada para la demostración de enzimas, especialmente fosfatasas y lipasas. También evidencoa fibras de tejido conjuntivo y gránulos de secreción () Tinción de Gomori-Grocott:* una tinción a base de metenamina de plata. Se utiliza para la tinción de hongos y de los quistes del Pneumocystis carinii () Tinción de* Hematoxilina-eosina: los cortes teñidos con hematoxilina se colocan durante 2 a 5 minutos en una solución de eosina al 1-2%. Se lavan con agua y se dejan durante 15 segundos en alcohol absoluto (*)
	Tinción de Lee: azul de metileno y fucsina básica. Se utiliza a menudo como una tinción general, siendo mejor que la H&E para los tejidos musculares. Los núcleos tiñen de azul, las mitocondrias, los cilios y algunos gránulos tiñen de rojo o rosa. Los cartílagos y la mayor parte de las inclusiones celulares tiñen de azul a púrpura () . Tinción de Löffler* (para bacilos del muermo, en cortes). Se tiñen los cortes de parafina durante 20 min en la solución de azul de metileno de Löffler o en partes iguales de una solución de Koch al 1:10.000 y violeta de genciana; se colocan durante 5 min en 10 ml de agua destilada que contenga 2 gotas de ácido sulfúrico concentrado y 1 gota de ácido oxálico al5 %. 11 (para flagelos). Colocación de la preparación durante 1 min en una solución recientemente filtrada de 10 9 de ácido tánico en 50 ml de agua, 2,5 ml de solución fría saturada de sulfato ferroso y 0,5 ml de solución acuosa o alcohólica de fucsina o violeta de genciana. Se calienta 1 min en el portaobjeto sin hervir; se lava la preparación y se tiñe con una solución recientemente preparada y filtrada de violeta de genciana o fucsina-anilina
	Tinción de Mallory: una técnica para el estudio del tejido conjuntico. Los cortes se tiñen con fucsina ácida,solución de azul-naranja G de anilina y ácido fosfotungstico. Las fibras de colágeno aparecen en azul, la fibroglia, neuroglia y fibras musculares aparecen en rojo y las fibrillas de elastina en naranja. También llamada tinción tricrómica de Mallory () Tinción de Masson:* tinción tricrómica para el tejido conjuntivo () Tinción de May-Grunwald:* una tinción para los frotis de sangre periférica y médula ósea. Frecuentemente se combina con la tinción de Giemsa.
	Tinción de Nissl: este método desarrollado por Nissl para celulas ganglionares consiste en lo siguiente: el fragmento de tejido de 1-1,2 mm se endurece en alcohol de 96º. Seguidamente se sumerge en celoidina espesa y se monta en bloque. Se endurece con alcohol. Se preparan cortes de 0.01 mm de espesor que se recogen en alcohol y llevan a un portaobjetos. Se elimina el exceso de alcohol, se añade esencia de cayeput y se lava con bencina. Se añaden unas gotas de bencina-colofonia y se calienta a la llama hasta desaparición de la bencina
	Tinción de reticulina: un método de impregnación con plata que tiñe de negro las fibras de reticulina. Es una tinción muy útil para evidenciar lesiones de la pituitaria y malformaciones vasculares. () Tinción de* Romanowsky: la preparación de calienta a 110ºC durante 30 min o más y tiñen con una mezcla recién preparada de azul de metileno saturada (una parte) y de eosina al 1% (dos partes) en un vidrio de reloj. Los parásitos se tiñen de azul y los núcleos de violeta. Las células sanguíneas se tiñen de rojo. Se utiliza para identificar plasmodios
	Tinción de Pappenheim: para la diferenciación entre las granulaciones basófilas de los hematiés y los fragmentos nucleares: Colorante I: ácido fénico: 0.35 ml; verde de metilo: 1 g; agua destilada: 100 ml Colorante II: ácido fénico: 0.25 ml; pironina: 1 ml; agua destilada; 100 ml. Se mezclan 15 ml de I con 35 ml. de II y se filtra. La preparación se sangre se fija por calor y se tiñe con el filtrado. Los granos basófilos tiñen de rojo y los fragmentos nucleares de azul oscuro Tinción de Pfeiffer: la preparación se sumerge durante 30 min en solución de Ziehl; se traslada a alcohol absoluto acidificado con acético. Tan pronto como el corte se tiñe de rojo, se aclara con xilol y se monta en bálsamo Tinción de SDH: tinción inmunoquímica para la succinico deshidrogenasa. Es indicativa de la proliferación mitocondrial () Tinción de Unna-Pappenheim:* un medio de contraste a base de verde de metileno-pironina, utilizada para identificar células plasmáticas cuyo citoplasma es teñido de rojo por su alto contenido en RNA. La preparación se fija durante 3 minutos en May-Grünwald, se diluye con agua destilada y se tiñe durante 3 minutos y se tiñe nuevamente con Giemsa durante 15-20 minutos. Tinción de Unna-Taenzer: una solución de orceína para teñir los tejidos elásticos. Tinción de van Gieson: un método de tinción del tejido conjuntivo. No se utiliza tan a menudo como la tinción de Mallory porque se difumina con el tiempo. El colágeno tiñe de rojo y el músculo y el citoplasma de amarillo. En combinación con la tinción de Verhoeff es una las tinciones más interesante para el estudio de los vasos sanguíneos
	Tinción de Verhoeff: un método que utiliza como colorantes cloruro férrico, hematoxilina y yodo. Las fibras elásticas tiñen en negro, el colágeni en rojo, el músculo y el epìtelio queratinizado en amarillo. Los núcleos en azul o negro (*)
	Tinción de Weigert: una técnica de tinción de filbras elásticas a base de una mezcla de cloruro férrico y hematoxilina. Las fibras elásticas tiñen de azul o negro. En combinación con la floxina o la tinción de van Gieson, se utiliza para el estudio de los vasos () Tinción de* Wright: 0.5 g de bicarbonato sódico y 1 g de azul de metileno en 100 ml de agua destilada. La mezcla se calienta a 100º C durante 1 hora. Se enfría y se añade una solución de eosina al 1%. El precipitado se recoge en un filtro, se seca y disuelve en alcohol metílico en la proporción de 0.5 g/litro de alcohol. Las extensiones de sangre se secan al aire y se cubren con el colorante durante 1 min. Se añade gota a gota agua formándose una espuma. Se lava con agua, se seca con un papel de filtro y se monta en bálsamo (*)